Medical Trade International · Product assistantBlutkulturen BD bei periprothetischen- und Implantatinfekt.
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fhg – Zentrum für Gesundheitsberufe Tirol GmbH
FH-Bachelor-Studiengang-Biomedizinische Analytik
Vergleich der
mikrobiologischen Diagnostik
von Gewebeproben mittels
Festkulturen und Blutkulturen
bei periprothetischen- und
Implantatinfektionen
Bachelorarbeit
Verfasserin: Rana Ebru Özgün
Betreuer: OA Dr. Harald Dirschmid
Institut: Institut für Pathologie am Landeskrankenhaus Feldkirch
Innsbruck, im Juni 2024
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Abstract
This study compares the effectiveness of microbiological diagnostics of tissue
samples using agar plates and blood culture methods in the context of periprosthetic
and implant infections. A total of 64 tissue samples from 24 patients were
processed. Of the 24 patients, 13 samples without infection and 11 samples with
infection were identified using both the solid culture method and the liquid culture
method. However, four additional contaminated samples were identified in the solid
culture method. The results show that the incubation period for blood cultures can
be reduced from 14 to seven days based on the average time to positivity (TTP).
The most frequently identified pathogens were S. aureus, followed by S. epidermidis
and E. faecium. In addition, 74% of all blood culture bottles were positive after 24
hours of incubation. The study emphasises the advantages of the blood culture
method, including high sensitivity and specificity as well as its potential for routine
use with a shorter incubation period. Further research is needed to optimise
diagnostic techniques and reduce contamination rates in general.
Keywords (PubMed): periprosthetic infections, microbiological diagnostics, blood
culture, agar plates, time to positivity, C. acnes, S. aureus
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Zusammenfassung
Diese Studie vergleicht die Effektivität der mikrobiologischen Diagnostik von
Gewebeproben mittels Agarplatten und Blutkulturmethoden im Kontext
periprothetischer- und Implantatinfektionen. Insgesamt wurden 64 Gewebeproben
von 24 Patient:innen bearbeitet. Von den 24 Patient:innen wurden sowohl bei der
Festkulturmethode als auch bei der Flüssigkulturmethode 13 Proben ohne Infektion
und 11 Proben mit Infektion identifiziert. Bei der Festkulturmethode kam es jedoch
zusätzlich zu vier kontaminierten Proben. Die Ergebnisse zeigen, dass die
Inkubationszeit für Blutkulturen basierend auf der durchschnittlichen Time to
Positivity (TTP) von 14 auf sieben Tage reduziert werden kann. Die am häufigsten
identifizierten Erreger waren S. aureus, gefolgt von S. epidermidis und E. faecium.
Zudem waren 74% aller Blutkulturflaschen nach 24 Stunden Inkubation positiv. Die
Studie hebt die Vorteile der Blutkulturmethode hervor, darunter hohe Sensitivität
und Spezifität sowie deren Potenzial für den Routineeinsatz mit verkürzter
Inkubationszeit. Weiterer Forschungsbedarf besteht darin, diagnostische Techniken
zu optimieren und die Kontaminationsraten im Allgemeinen zu reduzieren.
Schlüsselwörter: periprothetische Infektionen, mikrobiologische Diagnostik,
Blutkultur, Agarplatten, time to positivity, C. acnes, S. aureus
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Inhaltsverzeichnis
1. Einleitung .................................................................................... 6
1.1 Arten von Prothesen .................................................................... 7
1.2 Symptome ................................................................................... 7
1.3 Häufige Mikroorganismen von Implantatinfektionen ....................... 8
1.4 Risikofaktoren .............................................................................. 9
1.5 Präventionen ............................................................................. 10
1.6 Diagnostik ................................................................................. 11
1.6.1 Blutbiomarker ............................................................................ 11
1.6.2 Zytologie der Synovialflüssigkeit ................................................ 12
1.6.3 Biomarker der Synovialflüssigkeit ............................................... 12
1.6.4 Mikrobiologie ............................................................................. 13
1.6.5 Fehler in der Diagnostik ............................................................. 14
1.7 Therapie .................................................................................... 14
1.8 Überblick über weiteres Vorgehen in Zukunft .............................. 15
1.9 Forschungsfrage und Hypothesen .............................................. 16
2 Material und Methoden .............................................................. 17
2.1 Geräte ....................................................................................... 17
2.1.1 SpinAX ...................................................................................... 19
2.1.2 Bactec-FX ................................................................................. 21
2.1.3 Brutschrank und -raum ............................................................... 22
2.1.4 MALDI-TOF Massenspektrometrie .............................................. 22
2.1.5 Previ Color Gram ....................................................................... 25
2.1.6 BactoSonic ................................................................................ 27
2.2 Vorbereitung der Gewebestücke ................................................. 27
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2.3 Inkubation der Flüssigkultur ....................................................... 29
2.4 Übergang der Flüssigkultur zur Festkultur................................... 30
2.5 Identifikation .............................................................................. 32
2.6 Sonifikation mit BactoSonic ........................................................ 34
2.7 Auswertung ............................................................................... 35
3 Ergebnisse ................................................................................ 36
4 Fazit .......................................................................................... 45
5 Literaturverzeichnis ................................................................... 47
6 Abkürzungsverzeichnis .............................................................. 48
7 Abbildungsverzeichnis ............................................................... 49
8 Tabellenverzeichnis ................................................................... 51
9 Eidesstattliche Erklärung............................................................ 52
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1. Einleitung
Arthroplastie-assoziierte Infektion oder periprothetische Gelenkinfektion en
(PJI) sind eine seltene Erkrankung, bei der es zu Wechselwirkungen
zwischen verschiedenen Mikroorganismen, dem Implantat und dem
Immunsystem kommt. Zu den Mikroorganismen, die eine solche Infektion
auslösen können, zählen neben den klassischen pathogenen Bakterien wie
Enterobacterales oder S. aureus auch in der Regel apathogene Bakterien
der Hautflora, wie zum Beispiel koagulasenegative Staphylokokken,
Corynebakterien oder Cutibacterium acnes sowie in seltenen Fällen Pilze.
Für die Manifestation einer PJI sind nur eine geringe Anzahl an
Mikroorganismen notwendig. Die Bakterien und Pilze, siehe Kapitel 1.3 für
Beispiele, haften sich an der Oberfläche der Prothese an und bilden dort
Biofilme, die sie vor Antibiotika und -mykotika sowie dem Immunsystem
schützen. (Patel, 2023, S. 251)
Die Idee für diese Arbeit entstammt aus der Problematik, dass bei Verdacht
auf Implantatinfektionen aufgrund des breiten möglichen Keimspektrums in
der mikrobiologischen Diagnostik die mit den Gewebeproben beimpften
Festkulturen in der Routine mindestens sieben Tage bebrütet und
gleichzeitig täglich durch das Laborpersonal manuell inspiziert werden
müssen. Dabei besteht die Gefahr einer Laborkontamination durch
Hautkeime wie koagulasenegative Staphylokokken oder Cutibakterien, die
zu falsch positiven Ergebnissen führen können beziehungsweise im Zweifel
eine unnötige Therapie nach sich ziehen. Durch das Beimpfen der
Blutkulturflaschen mit den Gewebeproben der Patient:innen findet die
Bebrütung in einem geschlossenen System statt und eine weitere
Bearbeitung kommt nur zustande, falls der Blutkulturinkubator ein Wachstum
in der Flasche detektiert. Ziel dieser Arbeit ist also einerseits zu beweisen,
dass mit Gewebeproben beimpfte Blutkulturflaschen dieselben Erreger
detektieren wie die konventionelle Festkulturmethode, als auch aufzuzeigen,
6
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dass die Kontaminationsgefahr durch Laborpersonal minimiert oder gänzlich
verhindert wird.
In den folgenden Kapiteln werden sowohl die häufigsten Gelenksprothesen,
die Symptome bei PJI, die ursächlichen Mikroorganismen, die Diagnostik als
auch die Therapie einer PJI näher erläutern.
1.1 Arten von Prothesen
Zu den häufigsten Gelenkprothesen gehören unter anderem Knie- und
Hüftgelenkprothesen, Schulter- und Ellenbogengelenkprothesen sowie
Knöchel-, Hand-, Mittelhand- und Interphalangealgelenkprothesen. (Patel,
2023, S. 252)
In den USA werden am häufigsten Kniegelenkprothesen, gefolgt von
Hüftgelenkprothesen eingesetzt. Die restlichen oben angeführten Gelenke
werden eher seltener ersetzt. (Patel, 2023, S. 251-253)
1.2 Symptome
Wie bei jeder Infektion können zwischen einer akuten und einer chronischen
Infektion unterschieden werden. Chronische Infektionen sind die, die über
einen längeren Zeitraum bestehen und typischerweise eine langsamere und
weniger intensive Symptomatik aufweisen. Im Gegensatz dazu sind akute
Infektionen durch ein plötzliches Auftreten und eine rasche Verschlechterung
der klinischen Anzeichen gekennzeichnet. Beide Infektionsarten erfordern
unterschiedliche diagnostische und therapeutische Ansätze. Akute PJIs s ind
häufig durch intensive Entzündungszeichen wie Rötung, Schwellung,
Erwärmung des Gelenk, Fistelbildung und Schmerz gekennzeichnet,
während chronische PJIs eine subtilere Klinik wie anhaltende Schmerzen
oder Funktionsverlust hervorrufen können. Darüber h inaus ist die
Behandlung chronischer PJIs komplexer und langwieriger, häufig aufgrund
der Bildung von Biofilmen, die die Wirksamkeit von Antibiotika
beeinträchtigen können. (Patel, 2023, S. 251) (McNally, et al., 2021, S. 21)
7
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1.3 Häufige Mikroorganismen von Implantatinfektionen
(Patel, 2023, S. 253)
Abbildung 1: Häufig nachgewiesene Mikroorganismen bei
Implantatinfektionen. Diese Erreger wurden am häufigsten bei Knie- und
Hüftgelenkprothesen nachgewiesen. (Patel, 2023, S. 253)
Die Abbildung 1 zeigt eine Tabelle mit den häufigsten Bakterien bei Hüft- und
Kniegelenkinfektionen. Diese zeigt, dass aerobe grampositive Bakterien am
häufigsten vorkommen (82 %), gefolgt von koagulase-negativen
Staphylokokkenarten (37 %) und S. aureus (24 %). Weitere häufige Erreger
sind Streptokokkenarten (14 %), Enterokokken (8 %) und Corynebacterium -
Arten (5 %). 11 % der Fälle werden durch aerobe gramnegative Bakterien
verursacht. Am häufigsten sind dabei Enterobakterien und Pseudomonas -
Arten. Anaerobe Bakterien sind in 13 % der Fälle beteiligt. Cutibacterium
kommt bei 8 % der Infektionen vor. Andere Erreger sind seltener. Die
Verteilung der Erreger kann je nach Einrichtung unterschiedlich sein. (Patel,
2023, S. 253)
8
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1.4 Risikofaktoren
(Patel, 2023, S. 254)
Abbildung 2: Risikofaktoren für eine PJI. Diese teils vermeidbaren
Faktoren erhöhen das Risiko einer PJI. (Patel, 2023, S. 254)
Die Abbildung 2 zeigt eine Tabelle mit Risikofaktoren für eine PJI. Diese
Risikofaktoren sind in verschiedene Kategorien unterteilt: potenziell
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modifizierbare präoperative Risikofaktoren, nicht modifizierbare präoperative
Risikofaktoren, operative Risikofaktoren und postoperative Risikofaktoren.
Zu den potenziell modifizierbaren präoperativen Risikofaktoren zählen
Anämie, intravenöser Drogenkonsum, Mangelernährung, Adipositas,
intraartikuläre Injektionen in den letzten drei Monaten und Tabakkonsum. Zu
den nicht beeinflussbaren präoperativen Risikofaktoren gehören Herz -
Kreislauf-Erkrankungen, Diabetes, Immunschwäche, entzündliche Arthritis,
Nieren- oder Lebererkrankungen, männliches Geschlecht, psychische
Erkrankungen, frühere Gelenkinfektionen und frühere
Revisionsarthroplastiken. Operative Risikofaktoren umfassen allogene
Bluttransfusionen, verlängerte Operationszeiten und gleichzeitige bilaterale
Arthroplastiken. Postoperative Risikofaktoren umfassen die Entlassung in
eine Rehabilitations- oder Pflegeeinrichtung, verlängerte
Krankenhausaufenthalte, S. aureus-Bakteriämie und
Wundheilungskomplikationen. (Patel, 2023, S. 253-254)
1.5 Präventionen
Es gibt nicht nur Risikofaktoren, die vermindert werden können, sondern
auch andere Möglichkeiten, um eine PJI zu vermeiden. Im Allgemeinen ist
es empfehlenswert die Behandlung in spezialisierten Zentren durchführen zu
lassen. Ein präoperatives Screening von S. aureus-Träger mit
entsprechender Dekolonisierung oder eine universelle Dekolonisierung ist
von Vorteil. Patient:innen mit Knie- oder Hüftgelenkprothesen haben ebenso
ein erhöhtes Risiko für andere allgemeine Infektionen. Dabei spielt die Art
der Dekolonisierung keine Rolle. Es gibt mehrere unterschiedliche
Antibiotika, die als Prophylaxe dienen. Cefazolin beispielsweise sollte
innerhalb von 60 Minuten vor der Operation verabreicht werden. Im Vergleich
zu Vancomycin und Clindamycin ist Cefazolin ein Antibiotikum mit einer eher
geringeren Wirkung. Bei Patient:innen mit MRSA wird das Cefazolin durch
den Wirkstoff Vancomycin ersetzt. Die Dauer der antibiotischen Prophylaxe
weicht immer wieder ab. Nichtsdestotrotz wird empfohlen, dass die
Antibiotika-Prophylaxe nach dem Schließen der Inzision beendet werden
10
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sollte. Die primäre Quelle und die daraus einhergehende Gefahr einer
Kontamination ist der Operationssaal. Um das Risiko einer solchen
Kontamination zu minimieren, ist es erforderlich, den Verkehr im
Operationssaal auf ein Minimum zu beschränken. Dies bedeutet, dass nur
das notwendige Personal anwesend sein sollte und unnötige Bewegungen
oder Aktivitäten vermieden werden sollten. Die Reduzierung der Anzahl der
im Operationssaal anwesenden Personen sowie der dort stattfindenden
Bewegungen führt zu einer signifikanten Verringerung des
Kontaminationsrisikos. Dies resultiert in einer Verbesserung der Ergebnisse
sowie einer Verringerung der Infektionsrate. Auch aggressive
Antikoagulation sollte vermieden werden. Tranexamsäure, ein Arzneistoff
zur Hemmung des Fibrinolyse-Systems, senkt die PJI-Rate an Hüfte und
Knie. (Patel, 2023, S. 254-255)
1.6 Diagnostik
Die Diagnose einer Gelenkprotheseninfektion ist sehr wichtig, da sich die
Therapie einer PJI von der eines nicht-infizierten, zum Beispiel gelockerten
Implantats unterscheidet. Dabei spielt die mikrobiologische Diagnose eine
große Rolle. Der mikrobiologische Befund ist ein Baustein und liefert den
Chirurg:innen die Ergebnisse, die notwendig für die Entscheidung des
weiteren Prozederes sind und falls notwendig die Auswahl der
antimikrobiellen Wirkstoffe liefert. (McNally, et al., 2021, S. 19-21)
1.6.1 Blutbiomarker
Die wichtigsten und am weitesten verbreiteten Blutmarker sind einerseits die
Blutsenkungsgeschwindigkeit (BSG), die Leukozytenzahl, der Prozentsatz
der polymorphkernigen Neutrophilen (PMN) und andererseits das CRP. Der
Prozentsatz des PMN bezieht sich auf den Anteil dieser speziellen
Leukozyten im Verhältnis zur Gesamtzahl der Leukozyten in einem Bluttest.
All diese Untersuchungen weisen auf eine allgemeine Entzündung hin und
sind nicht spezifisch für eine bakterielle PJI. Das CRP kann bei der
Bestimmung des Schweregrads einer Infektion hilfreich sein. Wenn das CRP
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einen Wert von über 10mg/ml aufweist, kann eine PJI nicht ausgeschlossen
werden. Trotzdem reicht der CRP-Wert für die endgültige Diagnose nicht
aus. Wichtig ist, dass ein normaler CRP keine Infektion ausschließt.
(McNally, et al., 2021, S. 21)
1.6.2 Zytologie der Synovialflüssigkeit
Eine Aspiration einer Synovialflüssigkeit ist eine visköse Flüssigkeit in den
Hohlräumen beweglicher Gelenke. Diese Aspiration stellt einen wichtigen
Teil der Diagnose einer PJI dar. Sie ist wichtig für die Einschätzung des
Ausmaßes der Entzündung. Bei der Durchführung der Analysen einer
Aspiration liegen sowohl die Sensitivität als auch die Spezifität bei nahezu
90%. Wenn die Leukozytenzahl und der PMN-Prozentsatz aus der
Synovialflüssigkeit unter der Nachweisgrenze liegen, dann ist eine Infektion
eher unwahrscheinlich. Hingegen Werte, die diese Grenze überschreiten,
weisen auf eine Infektion, insbesondere bei PJI des Knies, hin. Die
Nachweisgrenzen der Leukozyten liegt zwischen 1.500 und 4.000 Zellen/µl.
Die des PMN-Prozentsatzes ist zwischen 65% und 80%. Der Cut-off-Wert
von 3.000 Zellen/µl und ein PMN über 80%, deutet auf eine periprothetische
Infektion von Hüfte und Knie hin. Die genannten Grenzen können durch
andere Erkrankungen beeinflusst werden und sind ausschließlich für Knie-
und Hüftprothesen von Bedeutung. (McNally, et al., 2021, S. 21) (Patel,
2023, S. 256-257)
1.6.3 Biomarker der Synovialflüssigkeit
Alpha-Defensin-Tests sind sehr genau und können beispielsweise nach
vorheriger Antibiotikagabe oder bei Mikroorganismen mit niedriger Virulenz
von Vorteil sein. Das Ergebnis des alpha-Defensins wird durch andere
Erreger nicht verändert beziehungsweise beeinflusst. Durch seine hohe
Spezifität können Infektionen mit diesem Biomarker suspiziert werden.
Nichtsdestotrotz ist es nicht möglich nicht-infizierte Prothesen
auszuschließen. (McNally, et al., 2021, S. 21-22)
12
Page 13
1.6.4 Mikrobiologie
Die Untersuchung der Gelenkflüssigkeit vor einer Operation ist nicht
geeignet, um eine Infektion des Gelenks auszuschließen. Ein positives
Ergebnis zeigt jedoch, dass das Gelenk infiziert ist. Bei eine m
intraoperativen Eingriff sollten mindestens fünf verlässliche Gewebeproben
entnommen und sofort ins Labor geschickt werden. Besonders wichtig ist es,
Gewebeproben von der Membran an der Schnittstelle zwischen Knochen und
Implantat zu nehmen. Der/Die Patient:in sollte mindestens zwei Wochen vor
der Operation keine Antibiotika einnehmen. Eine antibiotische Prophylaxe
vor dem Eingriff ist nicht nötig. Die Blutkulturen sollten mindestens 14 Tage
lang inkubiert werden. Wenn in allen positiven Proben oder mindestens in
zwei verschiedenen Proben die gleichen Bakterien mit dem gleichen
Antibiotikaresistenzmuster gefunden werden, ist das ein Hinweis auf eine
Infektion. Ein einzelnes positives Kulturergebnis muss zusammen mit
anderen Befunden betrachtet werden. Wenn seltene Bakterien oder Viren
wie S. aureus oder gramnegative Stäbchen nachgewiesen werden, ist das
ein Hinweis auf eine Infektion. Ein einzelnes positives Kulturergebnis
bedeutet nicht unbedingt, dass Patient:innen sich mit einem Erreger
angesteckt haben. Weitere Untersuchungen müssen stattfinden. Am besten
wird das Implantat ebenso untersucht, mittels Sonifikation (siehe Kapitel
2.6). So kann herausgefunden werden, ob sich dort ein Biofilm gebildet hat.
Jede positive Kultur aus der Sonikationsflüssigkeit muss als potenzielle
Infektion betrachtet werden. Mehr als 50 koloniebildende Einheiten pro
Milliliter (KBE/ml) bestätigen eine Infektion. Wird eine Konzentrations technik
angewendet, liegt der Schwellenwert zur Bestätigung einer Infektion bei 200
KBE/ml. Histologisch sind Entzündungszellen im Gewebe zu sehen, wenn es
sich um PJI handelt. Das kann aus Biopsien oder Gewebeproben bestimm t
werden. Mindestens drei tiefe Proben müssen dafür entnommen werden. Mit
bestimmten Färbungen im Gewebe können auch Mikroorganismen
nachgewiesen werden, die sonst nicht zu sehen sind. Das ist besonders
wichtig für Bakterien, die sonst nicht erkannt werden können. (McNally, et
al., 2021, S. 22) (Patel, 2023, S. 255-257)
13
Page 14
1.6.5 Fehler in der Diagnostik
Eine schnelle Behandlung einer Infektion ist sehr wichtig. Es sollte keine Zeit
verschwendet werden, indem man abwartet und hofft, dass die klinischen
Symptome sich selbstständig bessern oder gar verschwinden. Die DAIR -
Methode, siehe Kapitel 1.7, sollte so schnell wie möglich operativ
durchgeführt werden, da mit zunehmender Wartezeit die Wirksamkeit dieser
Therapieform abnimmt. Mikroorganismen heften sich innerhalb von
Sekunden an die Implantate an und beginnen sich mit einer
Polysaccharidmatrix zu umgeben. Nach etwa drei Wochen ist dieser Biofilm
mittels antimikrobieller Stoffe schwer zu durchbrechen. (Li, Renz, Trampuz,
& Ojeda-Thies, 2019, S. 3-4)
Intraoperative Abstriche vom periprothetischen Gewebe sollten vermieden
werden. Frühere Berichte haben bewiesen, dass Kulturen von Abstrichen
eine niedrige Sensitivität von 53-76% haben. (Li, Renz, Trampuz, & Ojeda-
Thies, 2019, S. 4)
Da das CRP und die BSG schnell analysiert werden können, bevorzugen
einige Chirurg:innen diese Parameter bei Verdacht einer PJI. Diese beiden
Analyten werden in den Leitlinien der American Association of Orthopaedic
Surgeons (AAOS) aus dem Jahr 2010 sehr empfohlen. Nichtsdestotrotz, wie
im Kapitel 1.6.1 schon erläutert, haben diese Entzündungsmarker eine
geringe Sensitivität, denn Werte im normalen Referenzbereich schließen
eine Infektion nicht aus. Vor allem Infektionen nach niedrigvirulenten
Erregern (vorwiegend Hautbakterien) müssen nicht unbedingt mit einem
erhöhten CRP einhergehen. (Li, Renz, Trampuz, & Ojeda-Thies, 2019, S. 4)
1.7 Therapie
Die Behandlung einer PJI ist sowohl kompliziert als auch teuer. Wenn
möglich sollte eine solche Behandlung in speziellen Zentren durchgeführt
werden. Zu den Zielen einer Therapie von PJI gehören das Beibehalten der
Funktion der Gelenkprothesen, das Lindern der Schmerzen und im besten
14
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Fall das Heilen der Infektion. Antibiotikatherapien sind ohne operative
Interventionen meist erfolglos. Eine bekannte Therapieform ist d ie DAIR-
Methode. DAIR steht für débridement, antibiotics and implant retention.
Damit ist die Entfernung von abgestorbenem Material und verschmutztem
Gewebe aus einer Wunde, eine Antibiotikatherapie und eine Implantat -
Erhaltung gemeint. Das Durchführen eines DAIRs bei akuten PJIs von Hüft-
und Knieprothesen ist von Bedeutung. Bei chronischer PJI wird das
betroffene Implantat entfernt. Hierbei kann eine einzeitige, also das
Entfernen der infizierten Prothese und die Reimplantation einer neuen
Prothese in derselben Sitzung, oder eine zweizeitige Revision durchgeführt
werden. Bei einer zweizeitigen Revision werden Antibiotika -freisetzende
Gelenkspacer eingesetzt, die die Funktion während des prothesefreien
Intervalls aufrechterhalten. Wenn keine operativen Interventionen von
Patient:innen erwünscht sind, kann eine antimikrobielle Suppression
durchgeführt werden. Jedoch wird die Infektion mit dieser Methode meist
nicht geheilt. Deswegen werden die verschriebenen Antibiotika von
Patient:innen oft ein Leben lang eingenommen. Wenn all diese
verschiedenen Methoden keine positiven Auswirkungen haben, dann kann
eine Resektionsarthroplastik mit Anlage einer Pseudoarthrose bei
Hüftinfektionen oder eine Arthrodese oder Amputation (letzter Ausweg) bei
Kniegelenksinfektionen durchgeführt werden. Die Therapiedauer ist
langwierig und dauert in der Regel mindestens 12 Wochen an. (Patel, 2023,
S. 257-258)
1.8 Überblick über weiteres Vorgehen in Zukunft
In den letzten zwei Jahrzenten konnten viele Fortschritte zur Diagnose einer
PJI erfolgen, jedoch liegen die meisten Daten nur von Hüft- und
Knieprothesen vor. Für andere Gelenke werden mehr Daten benötigt. Ob
eine genetische Prädisposition bei Infektionen von Gelenken eine Rolle
spielt, muss weiter untersucht werden. Wichtig ist es, Erreger, die einen
Biofilm an Prothesen bilden, zu entlarven. Ebenso wird öfters erwähnt, dass
Operationen für Gelenkprothesen beziehungsweise die Behandlung einer
15
Page 16
PJI an speziellen Fachzentren bevorzugt werden sollte. Außerdem ist die
Festlegung der besten chirurgischen Ansätze und eine medizinische
Beurteilung wichtig. Sowohl Antibiotika- und nicht Antibiotikatherapien als
auch die Dauer und Art der Verabreichung müssen noch weiterhin genauer
untersucht werden. Nichtsdestotrotz werden Antibiotika bei diagnostizierten
Infektionen immer verabreicht. (Patel, 2023, S. 259)
1.9 Forschungsfrage und Hypothesen
Die Leitidee dieser Arbeit ist die Frage, ob es einen Unterschied in der
Diagnostik von periprothetischen Infektionen mittels Blutkultur oder
konventioneller Festkulturbebrütung gibt und ob mithilfe von
Blutkulturflaschen besser zwischen Kontamination oder Infektionen
differenziert werden kann.
Meine Forschungsfragen lauten wie folgt: Welche der beiden Methoden,
Blutkultur- oder Festkulturbebrütung, eignet sich besser zur Differenzierung
zwischen Kontamination und tatsächlicher Infektion bei Patient :innen mit
Verdacht auf periprothetische- und Implantatinfektionen? Und kann die
Inkubationszeit der Blutkulturflaschen von maximal 14 Tagen auf sieben
Tage verkürzt werden?
Zu den erwarteten Ergebnissen zählen einerseits, die Erkenntnis, dass beide
Kulturen, sowohl aerobe als auch anaerobe Flaschen, circa eine gleich lange
TTP (siehe Kapitel 2.3) haben werden. In den meisten Fällen werden beide
Flaschen positiv. Mit Ausnahme von Anaerobiern, denn diese sind nur in
anaeroben Blutkulturflaschen kultivierbar. Das Gleiche gilt für aerobe
Erreger, die ausschließlich in aeroben Flaschen. Ebenso ist zu erwarten,
dass die Ergebnisse der Blutkulturmethode denen der konventionellen
Methode ähneln, beziehungsweise ident sein werden.
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2 Material und Methoden
In diesem Kapitel erfolgt eine Erläuterung der verwendeten Geräte sowie
eine Darstellung der technischen Hintergründe. Zudem wird der Weg von der
Probennahme bis zu den erzielten Ergebnissen mittels der verwendeten
Methoden dargelegt. Darüber hinaus erfolgt eine Auflistung der verwendeten
Materialien, die für diese Arbeit von Bedeutung sind. Schließlich wird die
konventionelle Methode, die das Mikrobiologie-Labor Feldkirch zurzeit
durchführt, erläutert.
2.1 Geräte
Die Tabelle 1 gibt Auskunft über die Gerätenamen und die jeweiligen
Hersteller, die in der vorliegenden Arbeit zum Einsatz kamen. Eine
technische Erläuterung der genannten Geräte erfolgt in den folgenden
Kapiteln. Zu erwähnen ist, dass die BMAs des Labors der Pathologie für die
ursprüngliche Methode keinen SpinAX und ebenso nicht den BACTEC -FX
benötigen.
Tabelle 1: Liste der verwendeten Geräte
Gerät Hersteller Referenznummer
SpinAX AxonLab, Baden-Dättwil, 22553
Schweiz
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Bactec-FX Becton, Dickinson and Top FT4952
Company, Sparks, USA Top + Bottom FT4939
Brutschrank MEMMERT, Schwabach, O3070015
INC-246 Deutschland
Brutraum Smeva B.V., Valkenswaard, 411812
XR110C Niederlande
MALDI Becton, Dickinson and 860467404819
Biotyper Company, Sparks, USA; Bruker
Daltonik GmbH, Bremen,
Deutschland
Previ Color Biomérieux, Maryy-L´Etoile, 414292212875
V2 Gram Frankreich
Bactosonic Bandelin Electronic GmbH & 277003.000062174.009
BS14 Co. KG, Berlin, Deutschland
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2.1.1 SpinAX
(AxonLab AG, o. D., S. 7)
Abbildung 3: SpinAX. Der Aufbau und die Funktionstasten des SpinAX
sind hier bildlich dargestellt. (AxonLab AG, o. D., S. 7)
Der SpinAX (siehe Abbildung 3) besteht aus einer Röhrchen-Halterung für
ProbeAX Evolution Röhrchen (siehe Abbildung 4), einer Start-/Stop-Taste,
einer Reset-/Save-Taste, einer Zeitanzeige und jeweils einer Minuten- und
Sekunden-Taste. (AxonLab AG, o. D., S. 9)
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(AxonLab AG, o. D., S. 9)
Abbildung 4: ProbeAX Evolution Tubes. Das ProbeAX Evolution
Röhrchen besteht aus einer Raspel und einem Zylinder. (AxonLab AG, o.
D., S. 9)
Die ProbeAX Evolution Tubes (siehe Abbildung 4) sind mit einem Deckel, in
dem eine Metallraspel eingebaut ist, und einem freiliegenden
Keramikzylinder bestückt. (AxonLab AG, o. D., S. 9)
Diese Röhrchen sind mit 5ml 0,85% Natriumchlorid (NaCl) gefüllt.
Verschiedene Gewebetypen können mithilfe dieser Röhrchen im SpinAX bei
dispergiert und homogenisiert werden. Dabei wird die Probe in das Röhrchen
gegeben und nach sorgfältigem Verschluss des Röhrchens mit dem Deckel
nach unten in die Röhrchenhalterung des SpinAX gestellt. Innerhalb einer
Minute werden durch eine Mahlbewegung zwischen dem Keramikblock und
der Metalraspel die Gewebestücke dispergiert und homogenisiert. (AxonLab
AG, o. D., S. 9)
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2.1.2 Bactec-FX
Der BACTEC-FX von BD dient zum schnellen Nachweis von Bakterien und
Pilzen aus sogenannten Blutkulturflaschen und ist für die Inkubation und
Detektion von Mikroorganismen geeignet. (Becton, Dickinson and Company,
2021, S. 9)
(Becton, Dickinson and Company, 2021, S. 10)
Abbildung 5: Verfahrensgrundlagen des BACTEC-FX. Hier ist zu sehen,
wie der BACTEC-FX Kulturen auf Mikroorganismen kontrolliert. (Becton,
Dickinson and Company, 2021, S. 9-10)
21
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In Abbildung 5 ist bildlich dargestellt, wie der BACTEC-FX funktioniert.
Nachdem die Blutkulturflaschen mit einer Probe beimpft wurden, werden sie
waagrecht in die Geräte geladen. Dadurch docken die Blutkulturflaschen mit
dem Boden am Gerät an. Sind Mikroorganismen in den Flaschen vorhanden,
werden die Nährstoffe im Kulturmedium der Flasche verstoffwechselt und
Kohlendioxid (CO 2 ) wird freigesetzt. Beim Freisetzen von CO 2 reagieren die
Farbstoffe am Boden der Flaschen mit dem CO 2 . Im Gerät befinden sich
lichtemittierende Dioden (LEDs). Diese aktivieren die Leuchtsensoren, die
sich am Boden der Flaschen befinden, damit die Photodetektoren die
Fluoreszenz messen können. Der Leuchtwert entspricht dabei der Menge der
freigesetzten CO 2 -Menge. Alle zehn Minuten werden diese Textanalysen
durchgeführt. Positive Blutkulturflaschen erscheinen auf der Anzeigelampe
in Rot, ein Warnton wird ausgewiesen und ebenso erscheinen diese auf der
LCD-Anzeige. (Becton, Dickinson and Company, 2021, S. 9-10 )
2.1.3 Brutschrank und -raum
Der Brutschrank und -raum wird am Institut für Pathologie in Feldkirch täglich
verwendet und ist ein wichtiges Inventar des Labors. Diese werden durch
eine Rundumbeheizung erwärmt und CO 2 - beziehungsweise Stickstoff (N 2 )
werden über Sterilfilter eingeleitet. Diese werden dabei von oben in den
Innenraum eingeschleust. Für die gleichmäßige Verteilung der Gase sorgt
eine turbulenzfreie Innenraumventilation. (Memmert GmbH + Co KG., 2014,
S. 11)
2.1.4 MALDI-TOF Massenspektrometrie
Das Prinzip des matrix-assisted laser desorption/ ionization time-of-flight
(MALDI-TOF) beruht auf dem Verhältnis von Masse zu Ladung (m/z) der
Molekülionen von Mikroorganismen. Mithilfe dieses Verhältnisses können
alle ionisierten biologischen Moleküle identifiziert werden. Das
Massenspektrum wird im Spektrometer interpretiert und Molekül e werden
identifiziert. (Calderaro & Chezzi, 2024, S. 3)
22
Page 23
Für den MALDI werden einerseits Proben, die auf Agarplatten bebrütet
worden sind, eine lyophilisierte Matrix, eine verdünnte Ameisensäure und
andererseits ein Biotarget benötigt. Alle Materialien, die für den MALDI
benötigt werden, sind aus der Tabelle 6 entnehmbar. Zudem sind die
Vorbereitungsschritte dieser Materialien aus dem Kapitel 2.5 zu entnehmen.
Zuerst wird ein Teil einer Kolonie mit der Spitze eines Zahnstochers auf eine
freie Position auf dem Biotarget aufgebracht, bei Raumtemperatur
getrocknet und mit 1µl 70% Ameisensäure bedeckt. Nach dem Trocknen
kommt jeweils 1µl Matrix auf die Positionen. Die Proben kristallisieren mit
der Matrix zusammen. Nach dem Trocknen kommt das Biotarget in den
MALDI und ein Vakuum wird im Gerät erzeugt, wie in Abbildung 6 ersichtlich
ist. Anschließend ionisieren die Moleküle mithilfe kurzer Laserimpulse. Die
Matrix schützt dabei die Proben. Durch diesen Vorgang entstehen Ionen, die
durch ein Flugrohr fliegen. Die Ionen werden hierbei durch
elektromagnetische Felder beschleunigt. In diesem Rohr wird die time-of-
flight gemessen. Anschließend entsteht durch diese Flugzeit ein Spektrum,
das mit anderen Spektren aus verschiedenen Datenbanken verglichen wird.
Die im Mikrobiologie-Labor verwendete Datenbank ist der MBT Compass HT
IVD mit der Version 5.2.300. Die Software mit der Referenznummer 1877017
beinhaltet die Library V12. Das zusätzliche MBT HT Subtyping IVD Modul
mit der Referenznummer 1877010 ist Teil dieser Datenbank. Der daraus
ermittelte Score, eine Punktezahl, die der Anzahl der gefundenen ähnlichen
Spektren entspricht, ermöglicht die Identifikation der Spezies. (Calderaro &
Chezzi, 2024, S. 3-4)
23
Page 24
(Calderaro & Chezzi, 2024, S. 5)
Abbildung 6: Prinzip des MALDI-TOF. Durch Laserimpulse ionisieren die
Moleküle. Diese Ionen werden im Flugrohr beschleunigt und es entstehen
Spektren, die zur Identifikation von Mikroorganismen notwendig sind .
(Calderaro & Chezzi, 2024, S. 3-4)
24
Page 25
2.1.5 Previ Color Gram
(bioMérieux SA, 2021, S. 3-6)
Abbildung 7: Aufbau und Bestandteile des Previ Color Grams. Der
Previ Color Gram besteht aus mehreren Komponenten und dient zum
effizienten und umweltfreundlichen Färben von Probenausstrichen.
(bioMérieux SA, 2021, S. 1-1, 1-2, 3-1, 3-6)
Der Previ Color Gram ist ein automatisiertes Gramfärbegerät für die Färbung
und Analyse von Proben. Aus der Abbildung 7 ist zu entnehmen, dass der
Previ verschiedene Reagenzien (6) nutzt und einen Sprühmechanismus hat,
der die Färbelösung gleichmäßig auf den Objektträgern verteilt. So werden
die Proben einheitlich und reproduzierbar gefärbt. Ebenso hat die Zentrifuge
eine hohe Volumenfärbeleistung (1 + 2). Damit kann man viele Proben (12
bis 30 Proben) schnell färben. Das Gerät besitzt eine Zytozentrifuge (4), die
die Proben vorbereitet, und einen Bildschirm (5), mit dem das Gerät
25
Page 26
gesteuert werden kann. Zudem können am Previ unterschiedliche
Färbeprogramme erstellt, bearbeitet und gespeichert werden. Das System
arbeitet nach diesen vorprogrammierten Protokollen. So sind die Färbe- und
Entfärbezeiten immer ident. Das führt zu klar differenzierten Bakterienbildern
und sicheren Diagnosen. Spezielle Düsen und Pumpen verteilen die
Reagenzien gleichmäßig. Ein Barcodeleser hilft, die Reagenzien, die in
Tabelle 2 aufgelistet sind, zu verwalten und diese optimal zu nutzen, damit
der Abfall minimiert werden kann. Das System ist nicht nur effizienter,
sondern auch umweltfreundlicher als manuelle Färbemethoden. (bioMérieux
SA, 2021, S. 1-1, 1-2, 3-1, 3-6)
Tabelle 2: Reagenzienliste des Previ Color Grams
Material Hersteller Referenznummer
Reagenz A – Fuchsin Biomérieux, Maryy- Aceton
oder Safranin (mit oder L´Etoile, Frankreich Fuchsin/Safranin:
ohne Aceton) 295521/29582
Fuchsin/Safranin:
29585/29583
Reagenz B - Iod Biomérieux, Maryy- 29586
L´Etoile, Frankreich
Reagenz C - Biomérieux, Maryy- 29587
Kristallviolett L´Etoile, Frankreich
Reagenz D –
destilliertes Wasser
Reagenz E – SAV Liquid Production ETO-10000-99-1
zugelassener Alkohol GmbH, Flinntsbach am
Inn, Deutschland
26
Page 27
2.1.6 BactoSonic
BactoSonic Ultraschallbäder nutzen den Effekt der Kavitation. Unter dem
Boden des Schwingbeckens sind piezoelektrische Schwingsysteme
angebracht, deren Energie in Form von mechanischen Schwingungen mit
Ultraschallfrequenz in die Badflüssigkeit übertragen wird. Dadurch werden in
der Badflüssigkeit ständig mikroskopisch kleine Bläschen erzeugt, die bei
ihrer Implosion Energie freisetzen und lokale Mikroströmungen erzeugen.
Diesen Vorgang bezeichnet man als Kavitation. Verglichen mit anderen
Ultraschallbädern basiert die Beschallung im BactoSonic auf
niederfrequentem Ultraschall, dessen geringe Intensität an der
Kavitationsschwelle liegt. Dabei wird die Adhäsion des Biofilms an der
Implantatoberfläche durch die einwirkenden Mikroströmungen, Scherkräfte
und oszillierenden Kavitationsblasen so weit reduziert, dass er sich ablöst.
Die auftretenden Kavitationsereignisse sind jedoch noch so energiearm,
dass es zu keiner nennenswerten Zerstörung von Zellstrukturen kommt und
die abgelösten Mikroorganismen für die nachfolgende Analytik als
Probenmaterial zur Verfügung stehen. (Bandelin electronic GmbH & Co. KG,
2020, S. 6)
2.2 Vorbereitung der Gewebestücke
Bei Verdacht auf Protheseninfektionen werden von den betroffenen
Patient:innen Gewebestücke intraoperativ entnommen. Diese werden aus
ganz Vorarlberg in das Mikrobiologie-Labor der Pathologie Feldkirch
geliefert. Die für diese Arbeit relevanten Gewebestücke stammen
ausschließlich aus der Orthopädie und Unfallchirurgie. Pro Patient:in und
Abnahme werden stets drei Gewebestücke entnommen, die von Montag bis
Freitag im Labor eintreffen. Proben, die am Wochenende eingetroffen sind,
wurden nicht für diese Arbeit verwendet. Wenn mehr als drei Gewebestücke
vorlagen, wurden stichprobenartig drei ausgewählt und anschließend für
diese Arbeit verwendet. Dabei wurde beachtet, dass die Stücke einen
Durchmesser von maximal einem Zentimeter haben. Es wurden nicht nur
Proben von Patient:innen verwendet, bei denen ein Verdacht auf eine
27
Page 28
Infektion besteht, sondern auch von Patient:innen, die beispielsweise eine
gelockerte Prothese haben. Die Analyse dieser Gewebestücke dient zugleich
als Verlaufskontrolle während oder nach einer Therapie.
Das Gewebe wurde von den BMAs des Mikrobiologie-Labors unter dem
Abzug mit einer sterilen Schere, einer sterilen Pinzette oder einem Einweg -
Skalpell in einem sterilen Mörser verarbeitet. Nachdem das Gewebe
zurechtgeschnitten wurde, kam jeweils eines in ein ProbeAX Evolution
Röhrchen. Es wurden pro Patient:in im besten Fall jeweils drei ProbeAX
Röhrchen befüllt. Diese Röhrchen wurden, wie im nachfolgenden Kapitel 2.3
beschrieben, weiterverarbeitet. Der Rest der Probe wurde für die Routine
gemörsert. Mit dem Mörser selbst werden zwei verschiedene Platten in einer
Kreisbewegung ausgestrichen und über Nacht bebrütet. Der Rest wurde mit
der Flüssigkeit der Bouillon im Mörser vermischt und als Gesamtes in die
Bouillon-Röhrchen gegeben. Die zur Verarbeitung benötigten Materialien
sind in der Tabelle 3 aufgelistet.
Tabelle 3: Liste der verwendeten Materialien für die Vorbereitung der
Gewebestücke
Material Hersteller Referenznummer
ProbeAX Evolution AxonLab, Baden-Dättwil, Schweiz AL0510
Tubes
disposable scalpels Troge Medical GmbH, Hamburg, 146210
Deutschland
Steriler Mörser
Sterile Schere
Sterile Pinzette
28
Page 29
2.3 Inkubation der Flüssigkultur
Die Weiterverarbeitung erfolgte eigenständig. Nachdem die ProbeAX
Evolution Röhrchen von den BMAs befüllt worden waren, wurden sie
anschließend im SpinAX für eine Minute bei 2200rpm homogenisiert und
dispergiert. Währenddessen wurde die Membran der aeroben und anaeroben
Blutkulturflaschen mit einem Zellstofftupfer und Sterillium desinfiziert. Mittels
einer Spritze wurden aus jedem ProbeAX-Gefäß jeweils ein Milliliter in eine
aerobe und eine anaerobe Flasche injiziert. Schlussendlich waren pro
Patient:in jeweils drei Sets, bestehend aus drei aeroben und drei anaeroben
Blutkulturflaschen, vorhanden. Diese wurden für maximal 14 Tage im
BACTEC-FX inkubiert. Bei positiven Blutkulturen ist die time-to-positivity
(TTP) von Bedeutung. Die TTP bezeichnet die Zeitspanne, in der die
Flaschen positiv werden, nämlich den Zeitraum zwischen dem Einstecken
der Flasche in den BACTEC-FX und dem Zeitpunkt, zu dem das Gerät
Mikroorganismen nachweisen konnte. Die positiven Blutkulturflaschen
werden herausgenommen und wie im folgenden Kapitel 2.4 beschrieben,
weiterverarbeitet. Die verwendeten Materialien für diese Schritte sind aus
der Tabelle 4 zu entnehmen.
Tabelle 4: Liste der verwendeten Materialien für den BACTEC-FX
Material Hersteller Referenznummer
BACTEC Plus Becton, Dickinson and 442023
Aerobic/F Culture Company, Sparks, USA
Vials
BACTEC Lytic/10 Becton, Dickinson and 442021
Anaerobic/F Culture Company, Sparks, USA
Vials
29
Page 30
Injekt Luer Solo B Braun, Melsungen, 4606108N
(10ml) Deutschland
Blunt Fill Needle Becton, Dickinson and 303129
Company, Sparks, USA
Sterillium pure BODE Chemie GmbH, 981534
Hamburg, Deutschland
Zelletten Lohmann & Rauscher 13 356
International GmbH,
Rengsdorf, Deutschland
2.4 Übergang der Flüssigkultur zur Festkultur
Da der BACTEC-FX keine genaue Identifikation von Mikroorganismen
durchführen kann, müssen positive Blutkulturflaschen händisch
weiterverarbeitet werden. Die dafür benötigten Materialien sind in der
Tabelle 5 aufgelistet. Ein Mueller-Hinton-Schokoladenagar (PVX) und ein
Schaedler-Agar mit Vitamin K1 (SK1) werden für die weitere Analysen
benötigt.
Mueller-Hinton-Schokoladenagar (PVX)
PVX-Platten sind angereicherte, nicht selektive Medien, die zur Isolierung
und Kultivierung von sowohl anspruchsvollen als auch nicht anspruchsvollen
Bakterien und ebenso Bakterien der normalen Flora dienen. Anspruchsvolle
Bakterien sind solche, die nicht oder nur schlecht auf Schafblut-basierten
Erstisolierungsmedien wachsen. Diese Platten werden bei 35-37°C bebrütet.
Laut Hersteller können die Kulturplatten erstmals nach 18-24h abgelesen
werden. Danach werden diese weiterbebrütet und nach 42-48h nochmals
abgelesen. PVX-Platten sind ebenfalls für Empfindlichkeitsprüfungen von N.
gonorrhoeae geeignet. Sowohl H. influenzae, N. gonorrhoeae als auch N.
30
Page 31
meningitidis wachsen auf diesem Medium. (Becton, Dickinson and Company,
2011, S. 1-5)
Schaedler Agar mit Vitamin K1 und 5% Schafblut (SK1)
Das SK1-Medium ist nährstoffreich und dient zur nicht-selektiven Isolierung
von Anaerobiern und selektiven Isolierung von sowohl gramnegativen als
auch grampositiven anaeroben Stäbchen. Die Zugabe von Vitamin K1 und
Hämin stellt die Basis für mehrere selektive Medien dar. Diese Platten
werden anaerob für 48h-72h bei 35-37°C inkubiert. Auf SK1-Platten wachsen
beispielsweise B. fragilis, B. thetaiotaomicron, C. perfringens, F. nucletum,
P. anaerobius, P. levii, aber auch fakultative Anaerobier wie E. coli, S.
aureus und P. mirabilis. (Becton, Dickinson and Company, 2016, S. 1-5)
Aus den positiven Blutkulturflasche wurde je ein Tropfen auf eine PVX- und
SK1-Platte aufgetragen. Bevor der Applikator mit dem Adapter auf die
Membran der Flasche gesteckt wurde, musste diese mit einem Zellstofftupfer
und Sterillium desinfiziert werden, um eine Kontamination zu vermeiden. All
diese benötigten Materialien sind aus der Tabelle 4 entnehmbar. Mit einem
Tupfer wurden die positiven Kulturflaschen anhand der Drei-Ösen-Methode
ausgestrichen. Wie schon erwähnt muss die SK1-Platte anaerob bebrütet
werden. Dafür wurde die Platte in einen Plastiksack mit einem
Gaserzeugungssäckchen gegeben. Während die PVX-Platte im Brutschrank
bebrütet wurde, wurde das SK1-Medium im Brutraum inkubiert.
31
Page 32
Tabelle 5: Liste der verwendeten Materialien für die
Festkulturbebrütung
Material Hersteller Referenznummer
Mueller-Hinton- Biomérieux, Maryy- 43109
Schokoladenagar (PVX) L´Etoile, Frankreich
Schaedler-Agar mit Becton, Dickinson and 254084
Vitamin K1 (SK1) Company, Sparks, USA
AnaeroGen Compact Thermo Fischer Scientific, AN0020D
Massachusetts, USA
Applicator plastic, Becton, Dickinson and 09-812-8052
viscose tip, 2.5x150mm Company, Sparks, USA
Vacutainer Multiple Becton, Dickinson and 367300
Sample Luer Adapter Company, Sparks, USA
Inoculation loop Nerbe Plus, Winsen/Luhe, 09-401-5002
(Impföse) Deutschland
PS stick with small Nerbe Plus, Winsen/Luhe, 09-812-8052
viscose tip Deutschland
2.5 Identifikation
Am nächsten Tag waren im Idealfall Kolonien auf den Kulturplatten zu sehen.
Wenn dies nicht der Fall war, mussten diese so lange inkubiert werden, bis
Kolonien vorhanden waren. Sowohl bei der konventionellen Methode als
auch bei der Flüssigkulturmethode ist ein MALDI für die Erregeridentifikation
32
Page 33
notwendig. Es ist zu erwähnen, dass die BMAs des Labors bei der
konventionellen Methode der Routine keine Flüssigkulturen angelegt haben.
Deswegen haben sie nach dem Ausstreichen und nach der Inkubation der
Agarplatten direkt einen MALDI durchgeführt.
Wie schon erwähnt, werden für den MALDI verschiedene Lösungen benötigt.
Das Organic Solvent (OS) ist so angereichert, dass dies sofort verwendbar
ist. Die Matrix ist lyophilisiert und wurde mit 250µl OS aufgelöst. Die 100%
Ameisensäure wurde mit ultrareinem Wasser auf 70% verdünnt. Nach der
Vorbereitung der Lösungen, wurden die Kolonien mit einem Zahnstocher
entnommen und auf ein Biotarget geschmiert. Nach weiteren
Bearbeitungsschritten, die im Kapitel 2.1.4 näher erläutert werden, können
mittels Massenspektrometrie verschiedenste Mikroorganismen, die auf den
Platten gewachsen sind, identifiziert werden. Zur persönlichen Kontrolle
wurden Gramfärbungen (siehe Kapitel 2.1.5) hergestellt und unter dem
Mikroskop angesehen. Die benötigten Materialien für die Identifizierung der
Mikroorganismen sind in Tabelle 6 aufgelistet.
Tabelle 6: Liste der verwendeten Materialien für die
Erregeridentifikation
Material Hersteller Referenznummer
Menzel-Gläser Gerhard Menzel, J1800AMNZ
Superfrost Plus Braunschweig,
microscope slides Deutschland
Solution Organic Solvent VWR International 89449.180
(OS) Chemicals, Pennsylvania,
USA
Ameisensäure 98/ 100% Bernd Kraft, Duisburg, 05314.2010
zur Analyse ACS Deutschland
33
Page 34
IVD Matrix HCCA Bruker Daltonik GmbH, 8290200
lyophilisiert portioniert Bremen, Deutschland
Wasser, chromasolv LC- Honeywell Riedel-de 39253-1L
MS Haen, Seelze,
Deutschland
MBT Biotarget 96 Bruker Daltonik GmbH, 8267615
Bremen, Deutschland
10µl filter tips sterile Greiner Bio-One, 771261
Kremsmünster, Österreich
2.6 Sonifikation mit BactoSonic
Die Sonifikation ist eine Ultraschallbehandlung, bei der der Biofilm auf der
Oberfläche des Implantats durch hochfrequente Schallwellen abgelöst wird.
Dieses Verfahren wurde von den BMAs des Labors durchgeführt. Bei der
Vorbereitung einer Sonifikation gibt es einige Dinge zu beachten. Eine
Schwingwanne wurde zu 1/3 mit Wasser bedeckt. Ein tensidhaltiges
Präparat wurde hinzugefügt und die Wanne wurde erneut bis zur Markierung
mit Wasser aufgefüllt. Im nächsten Schritt musste die Flüssigkeit entgast
werden, indem der Ultraschall für 10 Minuten eingeschaltet wurde. Nachdem
alle Materialien, die in Tabelle 7 aufgelistet sind, bereitgelegt wurden und die
Sterilwerkbank verwendbar war, mussten Ohrenschutz und sterile
Handschuhe angezogen werden. Der Beutel, der mit einer physiologischen
Kochsalzlösung befüllt ist, wurde geöffnet und ein Transfer-Device wurde bis
zum Anschlag in den Beutel gestochen. Die Probe, die in einer Box liegt,
musste mindestens bis zu 90% mit einer sterilen Kochsalzlösung bedeckt
sein. Anschließend wurde die Box verschlossen und für mindestens 30
Sekunden kräftig geschüttelt. Die Sonifikation selbst läuft bei 100% Leistung
im BactoSonic für eine Minute ab. Dabei ist zu beachten, dass die Box den
Boden und die Wände des Bades nicht berühren dürfen . Nach der
34
Page 35
Sonifikation wird die Box nochmals geschüttelt. Danach mussten 50ml des
Sonifikats in ein Röhrchen überführt werden. Von dieser Flüssigkeit kam je
1ml auf eine Kochblut-, Columbia- und Schädler-Platte. Ebenso wurde
jeweils 6ml in eine aerobe und anaerobe Blutkulturflasche injiziert.
Anschließend wurde der Rest des Sonifikats aus der Box entleert und die
Probe wurde erneut für mindestens 30 Sekunden kräftig im BactoSonic
geschüttelt. Letztendlich wurde die Box verschlossen und in die zentrale
Annahme verschickt. Nach 24h Bebrütung wurden die Kulturplatten
begutachtet. Die Ergebnisse wurden als Kolonie-bildenden-Kolonien (KBE)
ausgewertet. Die Anzahl der KBE pro Platte wurden in KBE/ml
Sonifikationsflüssigkeit angegeben. Ein signifikantes Ergebnis besteht dann,
wenn die Anzahl größer gleich 50 KBE/ml beträgt. Das Ergebnis der
Sonifikation ist ausschlaggebend und bestätigt eine vorhandene Infektion.
(Bandelin electronic GmbH & Co. KG, 2020, S. 16-18)
Tabelle 7: Liste der verwendeten Materialien für den BactoSonic
Material Hersteller Referenznummer
free flex, 0,9% physiologische Fresenius Z.Nr.: 1-16417
Kochsalzlösung, 500ml Kabi,
(Infusionslösung) + Beutel 250ml Österreich
Transfer-Device Fresenius 8500432
Kabi,
Österreich
2.7 Auswertung
Sowohl die Ergebnisse der Methode mit den Agarplatten und der mit den
Blutkulturen als auch die Namen und Geburtsdaten der Patient:innen wurden
in einer Excel-Datei gesammelt. Der Tag des Einsendens sowie der Tag der
Verarbeitung wurden dokumentiert. Die Ergebnisse der konventionellen
Methode der Pathologie Feldkirch wurden aufgeschrieben und mit der
Methode dieser Arbeit verglichen. Im nachfolgenden Kapitel 3 werden alle
Ergebnisse grafisch dargestellt und diskutiert.
35
Page 36
3 Ergebnisse
In diesem Kapitel werden alle Ergebnisse grafisch und tabellarisch
dargestellt. Hierbei werden beide Methoden im Vergleich stehen. Sowohl die
Gewebearten, die für diese Arbeit verwendet wurden, als auch die
Ergebnisse beider Methoden und dessen Unterschiede werden erläutert.
Zusätzlich werden die positiven Proben genauer aufgeführt. Weiters werden
ebenso aussagekräftige Daten zu den TTPs nähergebracht und auffällige
Proben werden diskutiert.
Im Zeitraum vom 19.02.2024 bis 12.04.2024 wurden für diese Arbeit
insgesamt 64 Gewebestücke aus der näheren Umgebung von Implantaten
von 21 verschiedenen Patient:innen bearbeitet und analysiert. Von drei
dieser Patient:innen wurden zu unterschiedlichen Zeiten jeweils zweimal
Gewebestücke entnommen. Dennoch werden diese Proben als Einzelproben
betrachtet. Bei den Ergebnissen dieser Arbeit ist also von 24 Patient:innen
beziehungsweise 24 Proben die Rede. Von jedem/jeder Patient:in wurden
meistens drei Gewebestücke für die Blutkulturmethode verwendet. Mit
Ausnahme von sechs Patient:innen, von denen teilweise nur zwei oder ein
Gewebestück eingelangt ist.
36
Page 37
Eingesendete Implantate zur Diagnostik
16
14
12
10
8
6
4
2
0
Abbildung 8: Eingesendete Implantate zur Diagnostik. In diesem
Diagramm sind die Gelenksgewebearten grafisch dargestellt, die für diese
Arbeit verwendet wurden.
In den Landeskrankenhäusern Vorarlbergs wurden am meisten
Gewebeproben von Hüftgelenken, gefolgt von Kniegelenken, eingesandt.
Die genauen Daten können aus der Abbildung 8 entnommen werden. Ebenso
wurde jeweils eine Probe von einer Schulter, einem Unterschenkel und einer
Lendenwirbelsäule bearbeitet.
Anzahl der negativen Fälle im Vergleich
Festkulturmethode
Blutkulturmethode
0 2 4 6 8 10 12 14
37
Page 38
Abbildung 9: Anzahl der negativen Fälle im Vergleich. In diesem
Balkendiagramm ist die Anzahl der negativen Proben der
Festkulturmethode als auch die der Blutkulturmethode zu sehen.
Wie in Abbildung 9 zu sehen ist, gibt es keinen Unterschied in der Anzahl
der negativen Proben. Die Ergebnisse stimmen zu 100% überein. Sowohl in
der Routine als auch in der Blutkulturmethode stimmen die negativen
Ergebnisse stets überein. Daraus folgt, dass beide Methoden eine idente
Spezifität aufweisen.
Anzahl der positiven Fälle im Vergleich
Festkulturmethode
Blutkulturmethode
0 2 4 6 8 10 12
Abbildung 10: Anzahl der positiven Fälle im Vergleich. Diese beiden
Balken geben Auskunft über die Anzahl der positiven Proben der
konventionellen Methode und die der Blutkulturflaschenmethode.
Ebenso stimmen die positiven Ergebnisse beider Methoden in der Abbildung
10 zu 100% überein und es gab keine falsch positiven Ergebnisse. Somit ist
bei beiden Methoden die Sensitivität ident.
Um die Ergebnisse der vorliegenden Arbeit zu erläutern, ist die wohl
aussagekräftigste Tabelle 8 heranzuziehen. Zu sehen sind alle Proben in
aufsteigender Nummerierung. Die Reihenfolge wurde nach dem
Einsendedatum der Proben bestimmt und in den folgenden Tabellen
38
Page 39
weiterhin so handgehabt. Dabei hat jeder/jede Patient:in seine/ihre eigene
Nummer. Die drei Spalten neben der Probennummer sind jeweils für das
Ergebnis der konventionellen Methode und der Blutkulturmethode.
Zusätzlich dient die letzte Spalte für Bemerkungen.
Tabelle 8: Die Ergebnisse beider Methoden und dessen Bemerkungen
Probennummer Festkultur- Flüssigkultur- Bemerkungen
methode methode
Probe 1 Negativ Negativ -
Probe 2 Negativ Negativ -
Probe 3 Positiv Positiv Patientin zweifach
(siehe Probe 13)
Probe 4 Negativ Negativ -
Probe 5 Negativ Negativ -
Probe 6 Positiv Positiv -
Probe 7 Negativ Negativ -
Probe 8 Negativ Negativ Kontaminante auf
Festkulturmethode
Probe 9 Negativ Negativ -
Probe 10 Negativ Negativ Kontaminante auf
Festkulturmethode
Probe 11 Negativ Negativ -
Probe 12 Negativ Negativ -
Probe 13 Positiv Positiv -
Probe 14 Positiv Positiv -
Probe 15 Positiv Positiv -
Probe 16 Positiv Positiv Kontaminante auf
Festkulturmethode
Probe 17 Positiv Positiv Patientin zweifach
(siehe Probe 21)
39
Page 40
Probe 18 Negativ Negativ Kontaminante auf
Festkulturmethode und
Patient zweifach (siehe
Probe 20)
Probe 19 Negativ Negativ -
Probe 20 Positiv Positiv -
Probe 21 Negativ Negativ -
Probe 22 Positiv Positiv -
Probe 23 Positiv Positiv -
Probe 24 Positiv Positiv -
Die Proben mit den Nummern drei, 17 und 18 sind die Patient:innen, von
denen zweifach zu unterschiedlichen Zeitpunkten Gewebestücke
abgenommen wurden. Während mit der konventionellen Festkulturmethode
mehrere Kontaminationen, um genau zu sein, vier, stattgefunden haben, gab
es in der Blutkulturmethode keine falsch positiven Fälle. Eine Kontamination
liegt vor, wenn neben dem Haupterreger mit hoher Keimzahl auch
zusätzliche Mikroorganismen mit geringer Keimzahl festgestellt werden.
Daraus ist zu schließen, dass die Blutkulturmethode keine falsch positiven
Ergebnisse geliefert hat. Proben, die eine weitere Diskrepanz der Methoden
aufweisen, sind die Fälle 14 und 16. Die beiden Proben ergaben in beiden
Methoden unterschiedliche Ergebnisse. In der Tabelle 9 sieht man, dass
zwei von vier Gewebestücken der Probe 14 und zwei von drei Gewebeproben
der Probe 16 positiv waren. In beiden Fällen ergab die Sonifikation ein
positives Ergebnis. Die Flüssigkulturmethode hat nur bei einem von drei
Probensätzen ein positives Ergebnis gezeigt. Dabei muss man aber die
Sonifikation berücksichtigen. Daraus kann man schließen, dass beide
Proben in beiden Methoden eine Infektion bestätigen.
In der Tabelle 9 sind sowohl alle positiven Proben der konventionellen
Methode, die Anzahl der eingelieferten Gewebeproben, als auch die Anzahl
der positiven Gewebestücke aufgelistet. Damit ein Fall als positiv bewertet
40
Page 41
werden konnte, müssen mindestens bei zwei Proben derselbe Erreger
nachweisbar sein. Bei der Flüssigkulturmethode mussten ebenso in zwei von
drei Sets derselbe Erreger enthalten sein, um als positiv bewertet werden zu
können. Allerdings ist in beiden Methoden das Ergebnis der Sonifikation
entscheidend. Wenn beispielsweise weniger als zwei von drei der
Gewebestücke beziehungsweise Sets positiv war, entschied das Ergebnis
der Sonifikation, ob der Fall als positiv oder negativ bewertet werden musste.
Bei den meisten Proben wurde keine Sonifikation durchgeführt. Vier
Sonifikationen (Proben 14, 16, 22 und 23) ergaben ein positives Ergebnis.
Tabelle 9: Anzahl der positiven Gewebe und Ergebnisse der
Sonifikation der Festkulturmethode
Probennummer Gewebeanzahl davon positiv Sonifikation
Probe 3 4 4 -
Probe 6 1 1 -
Probe 13 4 4 -
Probe 14 4 2 Positiv
Probe 15 2 2 -
Probe 16 3 2 Positiv
Probe 17 5 5 -
Probe 20 3 3 -
Probe 22 2 2 Positiv
Probe 23 3 2 Positiv
Probe 24 5 4 -
In der folgenden Tabelle 10 ist sowohl die Anzahl der verwendeten
Blutkulturflaschen-Sets als auch die Anzahl der positiven Sets aufgelistet.
Ein Set entspricht hier einer aeroben und einer anaeroben Flasche. In
derselben Tabelle sind die kürzesten Zeiten bis zum positiven Ergebnis
aufgeführt. Die minimale Zeit beträgt lediglich zwei Stunden 59 Minuten und
zehn Sekunden, während die maximale Zeit vier Tage 22 Stunden und 20
Minuten beträgt. Dies verdeutlicht, dass die Zeitspanne bis zur positiven
41
Page 42
Flasche sehr variabel ist. Es ist jedoch bemerkenswert, dass keiner der Fälle
die 14-Tage-Marke erreicht hat. Zudem ist auffällig, dass alle Proben
innerhalb von weniger als sieben Tagen positiv wurden, unabhängig davon,
ob es sich um anaerobe oder aerobe Flaschen handelte. Selbst bei
Anaerobier, wie beispielsweise Probe 23, wurden positive Ergebnisse
innerhalb von vier Tagen 22 Stunden und 20 Minuten erzielt. Daten aus der
Tabelle 10 zeigen, dass aerobe Flaschen tendenziell schneller positiv
wurden als anaerobe. Der BACTEC-FX hat nach 24 Stunden Inkubation,
60,87% der anaeroben Flaschen und 90% der aeroben Flaschen als positiv
bewertet. Alle Sets zusammen wurden nach 24 Stunden Inkubation zu 74%
als ein positives Ergebnis ausgewertet.
Tabelle 10: Anzahl positiver Sets der Blutkulturflaschenmethode
dargestellt mit der kürzesten TTP
Proben- Sets davon Positive TTP TTP aerob
Flaschen
nummer positiv anaerob
Probe 3 3 3 6/6 00d 06h -
14min
16sek
Probe 6 1 1 1/1 00d 10h -
06min
00sek
Probe 13 3 3 5/6 - 00d 15h
15min
44sek
Probe 14 3 1 2/6, - 00d 16h
Sonifikation 38min
positiv 27sek
Probe 15 2 2 4/4 00d 12h -
13min
42sek
Probe 16 3 1 2/6, - 01d 03h
Sonifikation 44min
positiv 58sek
42
Page 43
Probe 17 3 3 6/6 - 00d 07h
38min
39sek
Probe 20 3 3 6/6 - 00d 02h
59min
10sek
Probe 22 1 1 1/1 - 00d 17h
03min
11sek
Probe 23 3 3 3/6 04d 22h Negativ
20min
00sek
Probe 24 3 3 5/6 00d 19h -
07min
34sek
Aus der letzten Tabelle 11 sind die Ergebnisse des MALDIs zu sehen. Die
Ergebnisse beider Methoden stimmen überein.
Tabelle 11: Die identifizierten Mikroorganismen der positiven Proben
beider Methoden
Probennummer Festkulturmethode Blutkulturmethode
Probe 3 E. faecium E. faecium
Probe 6 S. aureus S. aureus
Probe 13 E. faecium E. faecium
Probe 14 S. haemolyticus S. haemolyticus
Probe 15 S. epidermidis S. epidermidis
Probe 16 S. lugdunensis S. lugdunensis
Probe 17 S. aureus S. aureus
Probe 20 E. clocae-Complex E. clocae-Complex
Probe 22 S. epidermidis S. epidermidis
Probe 23 C. acnes C. acnes
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Probe 24 S. aureus S. aureus
Ergebnisse der Erregeridentifikation beider Methoden
4
3
2
1
0
E. faecium S. aureus S. haemolyticus S. epidermidis S. lugdunensis E. clocae- C. acnes
Complex
Abbildung 11: Häufigkeit der identifizierten Erreger beider Methoden.
In diesem Balkendiagramm sind alle Erreger grafisch veranschaulicht, die
mit dem MALDI identifiziert wurden.
Das am meisten nachgewiesene Bakterium ist S. aureus. Die S. epidermidis-
und E. faecium-Bakterien kommen gleich häufig vor. Alle anderen Bakterien
wurden jeweils nur einmal in Proben entdeckt. Diese Ergebnisse werden in
der Abbildung 11 nähergebracht.
Die Resultate der Probe 23 lassen die Schlussfolgerung zu, dass die
anfänglich empfohlene Inkubationsdauer von 14 Tagen auf eine maximale
Dauer von sieben Tagen verkürzt werden kann.
44
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4 Fazit
In dieser Studie wurden 24 Patient:innen untersucht, bei denen insgesamt
64 Gewebeproben analysiert wurden. Bei der Blutkulturmethode waren von
den 24 untersuchten Proben 13 negativ und 11 nachgewiesene Infektionen,
dies konnte auch durch die konventionelle Festkulturmethode ebenso
bestätigt werden. Allerdings traten bei der Festkulturmethode vier
Kontaminationen auf.
Die erzielten TTPs deuten darauf hin, dass die Inkubationszeit von
ursprünglich maximal 14 Tagen auf maximal 7 Tage verkürzt werden kann.
Der am häufigsten identifizierte Erreger war S. aureus, gefolgt von E.
faecium und S. epidermidis.
Grundsätzlich ist zu erwähnen, dass die Blutkulturmethode mehrere positive
Aspekte mit sich bringt. Einerseits wurden keine Proben kontaminiert, was
die Zuverlässigkeit der Ergebnisse erhöht. Die Flüssigkulturmethode
ermöglichte eine schnelle Diagnose, da etwa 74% der Proben bereits nach
24 Stunden positiv waren. Die Blutkulturmethode ist sehr sensitiv, sodass
Infektionen nicht übersehen werden. In der vorliegenden Studie sind keine
falsch-negativen oder falsch-positiven Ergebnisse aufgetreten. Die
Ergebnisse der Blutkulturmethode stimmen mit den Ergebnissen der
routinemäßigen Untersuchungen überein, was ihre Zuverlässigkeit bestätigt.
Der Diagnoseprozess kann mit der Blutkulturmethode beschleunigt werden,
da es grundsätzlich ausreichen würde, die BK-Flaschen für maximal sieben
Tage zu bebrüten, anstatt für 14 Tage.
Die Ergebnisse dieser Arbeit liefern wertvolle Erkenntnisse zur Optimierung
der Inkubationszeiten und zur Verbesserung der Identifikationsmethoden von
Pathogenen in klinischen Proben.
Die Untersuchung von Blutkulturen wird für die weitere Entwicklung von
Bedeutung sein. Sie erfordert weitere Forschungsarbeiten. Ein zentraler
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Fokus sollte auf der Verkürzung der Inkubationszeiten, insbesondere für
anaerobe Bakterien, liegen. Ebenso sollten neue Technologien entwickelt
werden, um die Probenentnahme zu verbessern und somit Kontaminationen
zu vermeiden. Insgesamt bieten unterschiedliche Forschungsbereiche die
Möglichkeit, die Diagnose und Behandlung von Infektionen zu verbessern.
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5 Literaturverzeichnis
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6 Abkürzungsverzeichnis
AAOS Association of Orthopaedic Surgeons
BSG Blutsenkungsgeschwindigkeit
CFU colony forming units
CNA Columbia-Naladixinsäure-Agar
CO 2 Kohlendioxid
CRP C-reaktives Protein
DAIR débridement, antibiotics and implant retention
LED lichtemittierende Dioden
MALDI-TOF matrix-assisted laser desorption/ ionization time-of-flight
MRSA Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus
NaCl Natrium-Chlorid
OS Solution Organic Solvent
PJI periprosthetic joint infection
PMN polymorphonuclear cell
PVX Mueller-Hinton-Schokoladenagar
SK1 Schaedler-Agar mit Vitamin K1
TTP time-to-positivity
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7 Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Häufig nachgewiesene Mikroorganismen bei
Implantatinfektionen. Diese Erreger wurden am häufigsten bei Knie- und
Hüftgelenkprothesen nachgewiesen. (Patel, 2023, S. 253) ........................ 8
Abbildung 2: Risikofaktoren für eine PJI. Diese teils vermeidbaren
Faktoren erhöhen das Risiko einer PJI. (Patel, 2023, S. 254) .................... 9
Abbildung 3: SpinAX. Der Aufbau und die Funktionstasten des SpinAX sind
hier bildlich dargestellt. (AxonLab AG, o. D., S. 7) ................................... 19
Abbildung 4: ProbeAX Evolution Tubes. Das ProbeAX Evolution Röhrchen
besteht aus einer Raspel und einem Zylinder. (AxonLab AG, o. D., S. 9) . 20
Abbildung 5: Verfahrensgrundlagen des BACTEC-FX. Hier ist zu sehen,
wie der BACTEC-FX Kulturen auf Mikroorganismen kontrolliert. (Becton,
Dickinson and Company, 2021, S. 9-10) ................................................. 21
Abbildung 6: Prinzip des MALDI-TOF. Durch Laserimpulse ionisieren die
Moleküle. Diese Ionen werden im Flugrohr beschleunigt und es entstehen
Spektren, die zur Identifikation von Mikroorganismen notwendig sind.
(Calderaro & Chezzi, 2024, S. 3-4) ......................................................... 24
Abbildung 7: Aufbau und Bestandteile des Previ Color Grams. Der Previ
Color Gram besteht aus mehreren Komponenten und dient zum effizienten
und umweltfreundlichen Färben von Probenausstrichen. (bioMérieux SA,
2021, S. 1-1, 1-2, 3-1, 3-6) ..................................................................... 25
Abbildung 8: Eingesendete Implantate zur Diagnostik. In diesem
Diagramm sind die Gelenksgewebearten grafisch dargestellt, die für diese
Arbeit verwendet wurden. ....................................................................... 37
Abbildung 9: Anzahl der negativen Fälle im Vergleich. In diesem
Balkendiagramm ist die Anzahl der negativen Proben der Festkulturmethode
als auch die der Blutkulturmethode zu sehen. ......................................... 38
Abbildung 10: Anzahl der positiven Fälle im Vergleich. Diese beiden
Balken geben Auskunft über die Anzahl der positiven Proben der
konventionellen Methode und die der Blutkulturflaschenmethode. ............ 38
49
Page 50
Abbildung 11: Häufigkeit der identifizierten Erreger beider Methoden. In
diesem Balkendiagramm sind alle Erreger grafisch veranschaulicht, die mit
dem MALDI identifiziert wurden. ............................................................. 44
50
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8 Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Liste der verwendeten Geräte .............................................. 17
Tabelle 2: Reagenzienliste des Previ Color Grams .............................. 26
Tabelle 3: Liste der verwendeten Materialien für die Vorbereitung der
Gewebestücke ...................................................................................... 28
Tabelle 4: Liste der verwendeten Materialien für den BACTEC -FX ...... 29
Tabelle 5: Liste der verwendeten Materialien für die
Festkulturbebrütung ............................................................................. 32
Tabelle 6: Liste der verwendeten Materialien für die
Erregeridentifikation ............................................................................ 33
Tabelle 7: Liste der verwendeten Materialien für den BactoSonic ...... 35
Tabelle 8: Die Ergebnisse beider Methoden und dessen Bemerkungen
.............................................................................................................. 39
Tabelle 9: Anzahl der positiven Gewebe und Ergebnisse der Sonifikation
der Festkulturmethode ......................................................................... 41
Tabelle 10: Anzahl positiver Sets der Blutkulturflaschenmethode
dargestellt mit der kürzesten TTP ........................................................ 42
Tabelle 11: Die identifizierten Mikroorganismen der positiven Proben
beider Methoden ................................................................................... 43
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9 Eidesstattliche Erklärung
Daten Studierende
Nachname Vorname
Özgün, Rana Ebru
Titel
Personenkennzeichen 2110496015
Studiengang/Lehrgang Biomedizinische Analytik
Jahrgang, Klasse BMABsc_2021
Ich erkläre hiermit, dass ich die Bachelorarbeit zum Thema
Vergleich der mikrobiologischen Diagnostik von
Gewebeproben mittels Festkulturen und Blutkulturen bei
periprothetischen- und Implantatinfektionen
……………………………………………………………………………………………
angefertigt im Rahmen der Lehrveranstaltung
FLB6P - Forschendes Lernen im Berufsfeld, Bachelorarbeit
selbstständig verfasst und keine anderen als die angegebenen Quellen und
Hilfsmittel benutzt, sowie alle wörtlich oder dem Sinn nach aus anderen Texten
entnommenen Stellen als solche kenntlich gemacht habe. Dies gilt für
gedruckte Texte ebenso wie für aus dem Internet entnommene Texte,
audiovisuelle Medien, Hörbücher und Bildnachweise.
Innsbruck, 07. Juni 2024
Ort, Datum Unterschrift der Studierenden
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